ORIGINAL_ARTICLE
ارزیابی شاخصهای خونی و بیوشیمیایی سرم در بچه تاسماهی سیبری (Acipenser baerii) تغذیه شده با سطوح مختلف گلوکز و نشاسته ذرت
مطالعه حاضر به منظور بررسی تاثیر نشاسته ذرت و گلوکز بر شاخصهای خونی و بیوشیمیایی سرم در بچه تاسماهیان سیبری انجام گرفت. بدین منظور، 120 قطعه بچه تاسماهی سیبری با میانگین وزنی 80/2±64/25 گرم در چهار تیمار تقسیم شدند و با جیرههای حاوی گلوکز %15، گلوکز %30، نشاسته ذرت %15 و نشاسته ذرت %30 به مدت 8 هفته تغذیه شدند (هر تیمار با سه تکرار). نتایج نشان داد که ماهیان تغذیه شده با نشاسته ذرت %15 بالاترین میزان هماتوکریت، هموگلوبین و تعداد گلبولهای قرمز و سفید را داشتند که اختلاف معنیداری را با نشاسته ذرت %30 نشان دادند (05/0>P). بیشترین تعداد لنفوسیت متعلق به ماهیان تغذیه شده با گلوکز %15 و %30 بود که با نشاسته ذرت %15 اختلاف معنیدار داشت (05/0>P). اختلاف معنیداری در میزان گلوکز، کلسترول، تریگلیسیرید، پروتئین کل، گلوبولین و آلبومین بین تیمارهای آزمایشی مشاهده نشد (05/0<P). ماهیان تغذیه شده با گلوکز %30 بالاترین میزان آنزیمهای کبدی را نشان دادند (05/0<P). اختلاف معنیداری در سطح آنزیم آلفا آمیلاز بین تیمارها مشاهده نشد با این وجود تیمار گلوکز %30 پایینترین سطح این آنزیم را داشت. طبق نتایج به دست آمده، سطح %15 نشاسته ذرت میتواند باعث بهبود و تقویت برخی از پارامترهای خونی و بیوشیمیایی تاسماهیان سیبری شود.
https://japb.guilan.ac.ir/article_2326_57460946c7f6d13d2f57a5190df11d39.pdf
2017-05-22
1
19
10.22124/japb.2017.2326
خون
گلوکز
نشاسته ذرت
تاسماهی سیبری
Acipenser baerii
رضا
طاعتی
r.taati@gmail.com
1
استادیار گروه شیلات، واحد تالش، دانشگاه آزاد اسلامی، تالش، ایران.
LEAD_AUTHOR
محمود
محسنی
mahmoudmohseni73@gmail.com
2
دانشیار، موسسه تحقیقات بین المللی تاسماهیان دریای خزر، سازمان تحقیقات، آموزش و ترویج کشاورزی، رشت، ایران.
AUTHOR
فروزان
درخشان نیا
fd_66n@yahoo.com
3
کارشناس ارشد تکثیر و پرورش آبزیان، گروه شیلات، واحد رشت، دانشگاه آزاد اسلامی، رشت، ایران
AUTHOR
بهمنی م.، کاظمی ر.، امینی ک.، محسنی م.، دونسکایا پ.و. و پیسکونووا ل.ن. 1383. گزارش نهایی پروژه ارزیابی کیفی تاسماهیان چندین ساله در شرایط پرورش مصنوعی. پروژه مشترک با انستیتو KaspNIRKH روسیه. انتشارات موسسه تحقیقات شیلات ایران. 77ص.
1
شهبازی پ. و ملکنیا ن. 1377. بیوشیمی عمومی، جلد اول. انتشارات دانشگاه تهران. 1152ص.
2
طاعتی ر.، محسنی م. و خوشسیما س. 1394. تاثیر منابع و سطوح مختلف کربوهیدرات (گلوکز و نشاسته ذرت) بر کارایی تغذیه و ترکیب لاشه بچه تاسماهی سیبری. مجله علوم و فنون شیلات. 4(3): 88-77.
3
کاظمی ر.، پوردهقانی م.، یوسفی جوردهی ا.، یارمحمدی م. و نصری تجن م. 1389. فیزیولوژی دستگاه گردش خون آبزیان و فنون کاربردی خونشناسی ماهیان. انتشارات بازرگان. 194ص.
4
ملتدوست ش. 1390. تاثیر سطوح مختلف کربوهیدرات دکسترین بر شاخصهای خونی تاسماهی سیبری جوان (Acipenserbaerii). پایاننامه کارشناسی ارشد. دانشگاه آزاد اسلامی، واحد آزادشهر. 109ص.
5
AllainC.C.,PoonL.S.,ChanS.G.C.,Richmond W. and Fu P.C. 1974. Enzymatic determination of total serum cholesterol. Clinical Chemistry, 20(4): 470–475.
6
Barham D. and Trinder P. 1972. An improved color reagent for the determination of blood glucose by the oxidase system. Analyst, 97(151): 142–145.
7
Benfey T.G. and Biron M. 2000. Acute stress response in triploid rainbow trout (Oncorhynchus mykiss) and book trout (Salvelinus fontinalis). Aquaculture, 184: 167–176.
8
Chen Y.J., Tian L.X., Yang H.J., Chen P.F., Yuan Y., Liu Y. J. and Liang G.Y. 2012. Effect of protein and starch level in practical extruded diets on growth, feed utilization, body composition, and hepatic transaminases of juvenile grass carp, Ctenopharyngodon idella. Journal of the World Aquaculture Society, 43(2): 187–197.
9
Cho S.H., Lee S.M. and Lee J.H. 2005. Effect of dietary protein and lipid levels on growth and body composition of juvenile turbot (Scophthalmus maximus L.) reared under optimum salinity and temperature conditions. Aquaculture Nutrition, 11: 235–240.
10
Deng D.F., Hemreb G.I., Storebakkenc T., Shiaud S.Y. and Hung S.S.O. 2005. Utilization of diets with hydrolyzed potato starch, or glucose by juvenile white sturgeon (Acipenser transmontanus), as affected by Maillard reaction during feed processing. Aquaculture, 248: 103–109.
11
Doumas B.T., Bayse D.D., Carter R.J., Peters T.J.R. and Schaffer R.A. 1981. A candidate reference method for determination of total protein in serum. I. Development and validation. Clinical Chemistry, 27(10): 1642–1650.
12
Doumas B.T., Watson W. and Biggs H.G. 1971. Albumin standards and measurement of serum albumin with bromcresol green. Clinica Chimica Acta, 258(1): 21–30.
13
Fontagne S., Bazina D., Brequea J., Vachota C., Bernardea C., Rouaultb T. and Bergot P. 2006. Effects of dietary oxidized lipid and vitamin A on the early development and antioxidant status of Siberian sturgeon (Acipenser baerii) larvae. Aquaculture, 257: 400–411.
14
Fossati P. and Prencipe L. 1982. Serum triglycerides determined colorimetrically with an enzyme that produces hydrogen peroxide. Clinical Chemistry, 28(10): 2077–2080.
15
Fynn-Aikins K., Hung S.S.O. and Hughes G.S. 1993. Effect of feeding a high level of D-glucose on liver function in juvenile white sturgeon (Acipenser transmontanus). Fish Physiology and Biochemistry, 12(4): 317–325.
16
Fynn-Aikins K., Hung S.S.O., Liu W. and Li H. 1992. Growth lipogenesis and liver composition of juvenile white sturgeon (Acipenser transmontanus) fed different carbohydrate levels of D-glucose. Aquaculture, 105: 61–72.
17
Kaushik S.J., Medale F., Fauconneau B. and Blanc D. 1989. Effect of digestible carbohydrates on protein/energy utilization and on glucose metabolism in rainbow trout (Salmo gairdneri). Aquaculture, 79: 63–74.
18
Klontz G.W. 1994. Fish hematology. P: 121–132. In: Stolen J.S., Fletcher T.C., Rowley A.F., Kelikoff T.C., Kaatari S.L. and Smith S.A. (Eds.). Techniques in Fish Immunology, Vol. 3. SOS Publications, Fair Haven, New Jersey, USA.
19
Knowles S., Hrubec T.C., Smith S.A. and Bakal R.S. 2006. Hematology and plasma chemistry reference intervals for cultured shortnose sturgeon (Acipenser brevirostrum). Veterinary Clinical Pathology, 35: 434-440.
20
Kocaman E.M., Yanik T., Erdogan O. and Ciltas A.K. 2005. Alternation in cholesterol, glucose and triglyceride levels in reproduction of rainbow trout (Oncorhynchus mykiss). Journal of Animal and Veterinary Advances, 4(9): 801–804.
21
Kumar S., Sahu N.P., Pal A.K., Choudhury D., Yengkokpam S. and Mukherjee S.C. 2005. Effect of dietary carbohydrate on hematology, respiratory burst activity and histological changes in L. rohita juveniles. Fish and Shellfish Immunology, 19: 331–344.
22
Lin J.H., Cui Y., Hung S.S.O. and Shiau S.Y. 1997. Effect of feeding strategy and carbohydrate source on carbohydrate utilization by white sturgeon (Acipenser transmontanus) and hybrid tilapia (Oreochromis niloticus × O. aureus). Aquaculture, 148: 201–211.
23
Mohseni M., Hassani M.H., Pourali H.R., Pourkazemi M. and Bai S.C. 2011. The optimum dietary carbohydrate ⁄ lipid ratio can spare protein in growing beluga, Huso huso. Journal of Applied Ichthyology, 27: 775–780.
24
Mzimela H.M., Wepener V. and Cyrus D.P. 2002. The sublethal effect of copper and lead on the haematology and acid-base balance of the groovy mullet, Liza dumerili. African Journal of Aquatic Science, 27: 39–46.
25
Rehulka J. and Minarik B. 2001. Effect of some physical and chemical characteristics of water on the blood indices of rainbow trout, Oncorhynchus mykiss, fed an astaxanthin-containing diet. Czech Journal of Animal Science, 46: 413–420.
26
Rehulka J., Minarik B., Vaclav A. and Rehulkova E. 2005. Investigation of physiological and pathological level of total plasma protein in rainbow trout (Oncorhynchus mykiss). Aquaculture Research, 36: 22–35.
27
Ruban G.I. 1997. Species structure, contemporary distribution and status of the Siberian surgeon Acipenser baerii. Environmental Biology of Fishes, 48: 221–230.
28
Shahsavani D., Mohri M. and Gholipour Kanani H. 2010. Determination of normal values of some blood serum enzymes in Acipenser stellatus. Fish Physiology and Biochemistry, 36: 39–43.
29
Shi X., Li D., Zhuang P., Nie F. and Long L. 2006. Comparative blood biochemistry of Amur sturgeon (Acipenser schrenckii) and Chinese sturgeon, Acipenser sinensis. Fish Physiology and Biochemistry, 32: 63–66.
30
Tian L.X., Liu Y.J., Yang H.J. and Liang G.Y. 2012. Effects of different dietary wheat starch levels on growth, feed efficiency and digestibility in grass carp (Ctenopharyngodon idella). Aquaculture International, 20: 283–293.
31
Torrecillas S., Makol A., Caballero M.J., Montero D., Gines R., Sweetman J. and Izquierdo M.S. 2011. Improved feed utilization, intestinal mucus production and immune parameters in sea bass (Dicentrarchus labrax) fed mannan oligosaccharides (MOS). Aquaculture Nutrition, 17(2): 223–233.
32
Webster C.D. and Lim C. 2002. Nutrient requirements and feeding of finfish for aquaculture. CABI Publishing, USA. 418P.
33
ORIGINAL_ARTICLE
بررسی کیفی ساپونین استخراج شده از خیار دریایی خلیج فارس گونه Stichopus hermanni
خیارهای دریایی دارای انواع مختلفی از ترکیبات طبیعی و مواد زیستفعال هستند. ساپونین مهمترین و فراوانترین متابولیت ثانویه در خیارهای دریایی است که دارای طیف گستردهای از فعالیتهای دارویی و بیولوژیکی است. هدف از این مطالعه استخراج، تایید حضور و بررسی کیفی ساپونین استخراج شده از خیار دریایی خلیج فارس گونه Stichopus hermanni بود. ساپونین تخلیص شده از دیواره بدن این خیار دریایی طی فرآیند حرارت دادن جدا شد. تست توانایی تشکیل کف، کروماتوگرافی لایه نازک و کروماتوگرافی لایه نازک با کارایی بالا، حضور ساپونینها را در خیار دریایی تایید کرد. در تعیین اندیس کف کنندگی ساپونینها، با افزایش حجم عصاره، ارتفاع کف در مدت زمان 15 و 60 دقیقه افزایش یافت و در بالاترین حجم عصاره بیشترین کف تشکیل شد. کروماتوگرافی لایه نازک نشان داد که طی فرایند حرارت دادن، سایر ترپنوئیدها حذف شد و آنچه باقی ماند ساپونین خالص با Rf 84/0 بود که استروساپونین است.
https://japb.guilan.ac.ir/article_2327_471ef2899a8c5ecbdb55a03315aa061c.pdf
2017-05-22
21
36
10.22124/japb.2017.2327
ساپونین
کروماتوگرافی لایه نازک
خیار دریایی
خلیج فارس
Stichopus hermanni
زهرا
سالاری
zsalari.666@gmail.com
1
دانشجوی کارشناسی ارشد شیلات، گروه شیلات، دانشکده علوم و فنون دریایی، دانشگاه هرمزگان، بندرعباس، ایران
AUTHOR
ایمان
سورینژاد
i_sourinezhad@yahoo.com
2
استادیار گروه شیلات، دانشکده علوم و فنون دریایی، دانشگاه هرمزگان، بندرعباس، ایران و استادیار گروه فناوریهای نوین، پژوهشکده منطقهای جنگلهای حرا، دانشگاه هرمزگان، بندرعباس، ایران
LEAD_AUTHOR
ملیکا
ناظمی
melikanazemi@yahoo.com
3
استادیار پژوهشکده اکولوژی خلیج فارس و دریای عمان، موسسه تحقیقات علوم شیلاتی کشور، سازمان تحقیقات، آموزش و ترویج کشاورزی، بندرعباس، ایران
AUTHOR
مرتضی
یوسفزادی
4
دانشیار گروه زیستشناسی دریا، دانشکده علوم و فنون دریایی، دانشگاه هرمزگان، بندرعباس، ایران و دانشیار گروه فناوریهای نوین، پژوهشکده منطقهای جنگلهای حرا، دانشگاه هرمزگان، بندرعباس، ایران
AUTHOR
احمد بیگی ز. و صبورا ع. 1387. مقایسه کارایی سه روش استخراج ساپونین از ساقه غدهای گیاه نگونسار (Cyclamen coum). فیزیک کاربردی، 21(2): 38-28.
1
کرمیان ر. و قاسملو ف. 1394. مطالعه محتوای ساپونین در بخشهای هوایی و ریشه سه گونه از جنس Verbascum L.. پژوهشهای گیاهی (مجله زیستشناسی ایران)، 28(3): 606-596.
2
کیهانیو.،مرتضویس.ع.،کریمیم.،کاراژیان ح. و شیخ الاسلامی ز. 1394. کاربرد امواج فراصوت در استخراج ترکیبات ساپونینی ریشه گیاه چوبک (Acanthophyllumglandulosum) بر پایه ویژگیهای امولسیون کنندگی و کفزایی آنها. پژوهش و نوآوری در علوم و صنایع غذایی، 4(4): 342-325.
3
Bergmann W. and Feeney R.J. 1950. The isolation of a new thymine pentoside from sponges1. Journal of the American Chemical Society, 72(6): 2809–2810.
4
Bhakuni D.S. and Rawat D.S. 2005. Bioactive Marine Natural Products. Springer, Netherlands. 382P.
5
Bordbar S., Anwar F. and Saari N. 2011. High-value components and bioactives from sea cucumbers for functional foods- A review. Marine Drugs, 9(10): 1761–1805.
6
Caulier G., Van Dyck S., Gerbaux P.,EeckhautI.andFlammangP.2011. Review of saponin diversity in sea cucumbers belonging to the family Holothuriidae. SPC Beche-de-Mer Information Bulletin, 31: 48–54.
7
Datta D., Talapatra S. and Swarnakar S. 2015. Bioactive compounds from marine invertebrates for potential medicines-an overview. International Letters of Natural Sciences, 7: 42–61.
8
Dong P., Xue C. and Du Q. 2008. Separation of two main triterpene glycosides from sea cucumber Pearsonothuria graeffei by high-speed countercurrent chromate-graphy. Acta Chromatographica, 20: 269–276.
9
Hostettmann K. and Marston A. 1995. Chemistry and pharmaco-logy of natural product: Saponins. Cambridge University Press, UK. 286P.
10
Klita P.T., Mathison G.W., Fenton T.W. and Hardin R.T. 1996. Effects of alfalfa root saponins on digestive function in sheep. Journal of Animal Science, 74(5): 1144–1156.
11
Mokhlesi A., Saeidnia S., Gohari A.R., Shahverdi A.R., Nasrolahi A., Farahani F., Khoshnood R. and Es'haghi N. 2012. Biological activities of the sea cucumber Holothuria leucospilota. Asian Journal of Animal and Veterinary Advances, 7(3): 243–249.
12
Muir A.D., Paton D., Ballantyne K. and Aubin A.A. 2002. Process for recovery and purification of saponins and sapogenins from quinoa (Chenopodium quinoa). United States Patent, No.: US 6,355,249 B2. 21P.
13
Murray A.P., Muniain C., Seldes A.M. and Maier M.S. 2001. Patagonicoside A: A novel anti-fungal disulfated triterpene glycoside from the sea cucumber Psolus patagonicus. Tetrahedron, 57(47): 9563–9568.
14
Osinga R., Tramper J. and Wijffels R.H. 1999. Marine bioprocess engineering: From ocean to industry. Trends in Biotechnology, 17(8): 303–304.
15
Pan X.J., Liu H.Z., Jia G.H. and Shu Y.Y. 2000. Microwave-assisted extraction of glycyrrhizic acid from licorice root. Journal of Biochemical Engineering, 5: 173–177.
16
Paul V.J. and Ritson-Williams R. 2008. Marine chemical ecology. Natural Product Reports, 25(4): 662–695.
17
Sarhadizadeh N., Afkhami M. and Ehsanpour M. 2014. Evaluation bioactivity of a sea cucumber, Stichopus hermanni from Persian Gulf. European Journal of Experimental Biology, 4: 254–258.
18
Silchenko A.S., Avilov S.A., Kalinin V.I., Kalinovsky A.I., Dmitrenok P.S., Fedorov S.N., Stepanov V.G., Dong Z. and Stonik V.A. 2008. Constituents of the sea cucumber Cucumaria okhotensis. Structures of okhotosides B1–B3 and cytotoxic activities of some glycosides from this species. Journal of Natural Products, 71(3): 351–356.
19
Soltani M., Parivar K., Baharara J., Kerachian M.A. and Asili J. 2014. Hemolytic and cytotoxic properties of saponin purified from Holothuria leucospilota sea cucumber. Reports of Biochemistry and Molecular Biology, 3(1): 43–50.
20
Tian F., Zhang X., Tong Y., Yi Y., Zhang S., Li L., Sun P., Lin L. and Ding J. 2005. PE, a new sulfated saponin from sea cucumber, exhibits anti-angiogenic and anti-tumor activities in vitro and in vivo. Cancer Biology and Therapy, 4(8): 874–882.
21
Tiwari P., Kumar B., Kaur M., Kaur G. and Kaur H. 2011. Phytochemical screening and extraction: A review. International Pharmaceutica Sciencia, 1(1): 98–106.
22
Van Dyck S., Gerbaux P. and Flammang P. 2010. Qualitative and quantitative saponin contents in five sea cucumbers from the Indian Ocean. Marine Drugs, 8(1): 173–189.
23
Wagner H., Bladt S. and Zgainski E.M. 1984. Plant Drug Analysis (A Thin Layer Chromatography Atlas). Springer, Germany. 384P.
24
World Health Organization. 1998. Quality control methods for medicinal plant materials. World Health Organization, Switzerland. 122P.
25
ORIGINAL_ARTICLE
مقایسه بافتی ساختار روپوش در دوکفهای مرواریدساز Pinctada radiata و دوکفهای خوراکی Saccostrea cucullata
بافت روپوش دوکفهایها در شکلگیری پوسته و مروارید نقش دارد. مطالعه حاضر به بررسی و مقایسه ساختار بافتی لبه روپوش در بین گونههای مرواریدساز Pinctada radiata و خوراکی Saccostrea cucullata پرداخته است. این مطالعه، اولین پژوهش در زمینه مقایسه بافتی روپوش در بین دوکفهایهای مرواریدساز و غیرمرواریدساز خلیج فارس است. برای مطالعه لبه روپوش، قسمت قدامی، خلفی و مرکز لبه روپوش هر کفه جدا شد و مقاطع بافتی تهیه شده از آن با روش هماتوکسیلین- ائوزین هریس رنگآمیزی شد. نتایج نشان داد که لبه روپوش در هر دو گونه، از سه چین تشکیل شده است که هر یک از سه چین دارای شکل خاص و متفاوتی است. سلولهای موجود در گونه مرواریدساز که شامل سلولهای موکوسی، گرانولهای قهوهای، هموسیت و تارهای ماهیچهای بود با گونه غیرمرواریدساز شباهت داشت اما از لحاظ نوع پراکنش در سطح چینها با یکدیگر متفاوت بود. بر اساس این مطالعه میتوان نتیجه گرفت که روپوش در بین گونههای مختلف دارای رنگ و ساختار ریختشناسی متنوعی است.
https://japb.guilan.ac.ir/article_2328_da4a78f7d416ac1c918afe524a76430b.pdf
2017-05-22
37
58
10.22124/japb.2017.2328
دوکفهای
بافتشناسی
ساختار روپوش
خلیج فارس
فاطمه
پرویزی
parvizi.f90@gmail.com
1
کارشناس ارشد تکثیر و پرورش آبزیان، دانشکده علوم و فنون دریایی، دانشگاه هرمزگان، بندرعباس، ایران
AUTHOR
احمد
نوری
nooryahmad@gmail.com
2
استادیار گروه شیلات، دانشکده علوم و فنون دریایی، دانشگاه هرمزگان، بندرعباس، ایران
AUTHOR
محمد شریف
رنجبر
sharif.ranjbar@hormozgan.ac.ir
3
استادیار گروه زیستدریا، دانشکده علوم و فنون دریایی، دانشگاه هرمزگان، بندرعباس، ایران
LEAD_AUTHOR
تجلیپور م. 1362. نرمتنان مرواریدساز خلیج فارس. موسسه مطالعات و تحقیقات فرهنگی. 197ص.
1
حسینزاده صحافی ه.، دقوقی ب. و رامشی ح. 1379. اطلس نرمتنان خلیج فارس. موسسه تحقیقات شیلات ایران، مرکز تحقیقات شیلاتی دریای عمان. 232ص.
2
رضایی مارنانی ح.، سنجابی ب.، رامشی ح.، رعناییراد ا.، دیانت س. و قنبرزاده ح. 1374. بررسی پراکنش نرمتنان در آبهای کمعمق پیرامون برخی از جزایر ایرانی خلیج فارس. موسسه تحقیقات شیلات ایران، ایستگاه تحقیقاتی نرمتنان، بندرلنگه. 162ص.
3
Almeida M.J., Moura G., Pinheiro T., Machado J. and Coimbra J. 1998. Modifications in Crassostrea gigas shell composition exposed to high concentrations of lead. Aquatic Toxicology, 40(4): 323–334.
4
Beedham G.E. 1958. Observation on the mantle of the Lamellibranchia. Microscopic Science, 46(3): 181–197.
5
Bevelander G. and Benzer P. 1948. Calcification in marine mollusks. Biological Bulletin, 94(3): 176–183.
6
Bubel A. 1973. An electron-microscope investigation of the cells lining the outer surface of the mantle in some marine mollusks. Marine Biology, 21(3): 245–255.
7
Carter R. 2005. The history and prehistory of pearling in the Persian Gulf. Journal of the Economic and Social History of the Orient, 48(2): 139–209.
8
Checa A. 2000. A new model for periostracum and shell formation in Unionidae (Bivalvia, Mollusca). Tissue and Cell, 32(5): 405–416.
9
Checa A.G. 2002. Fabricational morphology of oblique ribs in bivalves. Journal of Morphology, 254(2): 195–209.
10
Colville A.E. and Lim R.P. 2003. Microscopic structure of the mantle and palps in the freshwater mussels Velesunio ambiguous and Hyridelladepressa (Bivalvia: Hyriida). Molluscan Research, 23(1): 1–20.
11
Dix T.G. 1972. Histochemistry of mantle and pearl sac secretory cells in Pinctada maxima (Lamellibranchia). Australian Journal of Zoology, 20(4): 359–368.
12
Dix T.G. 1973. Histology of the mantle and pearl sac of the pearl oyster Pinctada maxima (Lamellibranchia). Journal Malacology Australia, 2(4): 365–375.
13
Eble A.F. 2001. Anatomy and histology of Mercenaria mercenaria. P: 117–220. In: Kraeuter J.N. and Castagna M. (Eds.). Biology of the Hard Clam. Elseveir, Amsterdam.
14
Fougerouse A., Rousseau M. and Lucas J. S. 2008. Soft tissue anatomy, shell structure and biomineralization. P: 77–102. In: Southgate P.C. and Lucas J.S. (Eds.). The Pearl Oyster. Oxford Elsevier, Amsterdam.
15
Gabe M. 1968. Techniques Histologiques. Masson, Paris. 1113P.
16
Garcia-Gasca A., Ochoa-Baez R.I. and Betancourt M. 1994. Microscopic anatomy of the mantle of the pearl oyster Pinctada mazatlanica (Hanley, 1856). Journal of Shellfish Research, 13(1): 85–91.
17
Hickman C.P., Roberts L.S. and Larson A. 2002. Animal Diversity. McGraw-Hill, New York. 447P.
18
Hillman R.E. and Shuster J.C.N. 1960. Observations on the mantle of the northern quahog, Mercenaria mercenaria (L.). In Proceedings of the National Shellfisheries Association, 51: 15–22.
19
Howard D.W. and Smith C.S. 1983. Histological techniques for marine bivalve mollusks. Woods Hole, Massachusetts. 102P.
20
Jabbour-Zahab R., Chagot D., Blanc F. and Grizel H. 1992. Mantle histology, histochemistry and ultrastructure of the pearl oyster Pinctada margaritifera (L.). Aquatic Living Resources, 5(4): 287–298.
21
Kapur S.P. and Gibson M.A. 1967. A histological study of the development of the mantle-edge and shell in the freshwater gastropod, Helisoma duryi eudiscus (Pilsbry). Canadian Journal of Zoology, 45(6): 1169–1181.
22
Kapur S.P. and Gibson M.A. 1968. A histochemical study of the development of the mantle-edge and shell in the freshwater gastropod, Helisoma duryi eudiscus (Pilsbry). Canadian Journal of Zoology, 46(3): 481–491.
23
Li S., Xie L., Ma Z. and Zhang R. 2005. cDNA cloning and chara-cterization of a novel calmodulin-like protein from pearl oyster Pinctada fucata. FEBS Journal, 272(19): 4899–4910.
24
Lowenstam H.A. and Weiner S. 1989. On Biomineralization. Oxford University Press, New York. 324P.
25
McElwain A. and Bullard S.A. 2014. Histological atlas of freshwater mussels (Bivalvia, Unionidae): Villosa nebulosa (Ambleminae: Lampsilini), Fusconaia cerina (Ambleminae: Pleurobemini) and Strophitus connasaugaensis (Unioninae: Anodontini). Malacologia, 57(1): 99–239.
26
Morrison C.M. 1993. Histology and cell ultrastructure of the mantle and mantle lobes of the eastern oyster, Crassostrea virginica (Gmelin). American Malacological Bulletin, 10(1): 1–24.
27
Morton B. 1987. The functional morphology of Neotrigonia margaritacea (Bivalvia: Trigoniacea), with a discussion of phylogenetic affinities. Records of the Australian Museum, 39: 339–354.
28
Mount A.S., Wheeler A.P., Paradkar R.P. and Snider D. 2004. Hemocyte-mediated shell mine-ralization in the eastern oyster. Science, 304(5668): 297–300.
29
Nakahara H. and Bevelander G. 1971. The formation and growth of the prismatic layer of Pinctada radiata. Calcified Tissue Research, 7(1): 31–45.
30
Ojima Y. 1952. Histological studies of the mantle of pearl oyster (Pinctada martensii, Dunker). Cytologia, 17(2): 134–143.
31
Richardson C.A., Runham N.W. and Crisp D.J. 1981. A histo-logical and ultrastructural study of the cells of the mantle edge of a marine bivalve, Cerastoderma edule. Tissue and Cell, 13(4): 715–730.
32
Taylor J. and Strack E. 2008. Pearl production. P: 273–302. In: Southgate P.C. and Lucas J.S. (Eds.). The Pearl Oyster. Oxford Elsevier, Amsterdam.
33
Velayudhan T.S., Chellam A., Dharmaraj S., Victor A.C.C. and Alagarswami K. 1994. Histology of the mantle and pearl-sac formation in the Indian pearl oyster Pinctada fucata (Gould). Indian Journal of Fisheries, 41(2): 70–75.
34
ORIGINAL_ARTICLE
تعیین درجه سمیت و تاثیر سم دیازینون بر شاخصهای بیوشیمیایی خون مولدین نر ماهی قرمز (Carassius auratus)
در این پژوهش ابتدا اثرات سمیت حاد سم کشاورزی دیازینون ( امولسیون %60) روی مولدین نر ماهی قرمز تعیین شد. به منظور تعیین میزان LC50، ماهیان در غلظتهای 9، 10، 11، 12، 15 و 20 میلیگرم در لیتر دیازینون، در مخازن فایبر گلاس قرار گرفتند. پس از تجزیه و تحلیل نتایج با استفاده از نرمافزار پروبیت، مقدار LC50 طی 24، 48، 72 و 96 ساعت، مشخص شد. میزان LC50 در 96 ساعت برابر 40/11 میلیگرم در لیتر بود و ماهیان بر اساس غلظتهای 1/0 و 01/0 درصد LC50 در 96 ساعت، تیماربندی شدند و به مدت 7 ماه در غلظتهای فوق قرار گرفتند. سپس تاثیر آن بر میزان پروتئین کل، گلوکز، آلکالین فسفاتاز (ALP)، آسپارات آمینوترانسفراز (AST) و آلانین ترانسفراز (ALT) مورد مطالعه قرار گرفت. نتایج حاصل از این مطالعه نشان داد در ماهیانی که تحت غلظتهای بالای سم دیازینون بودند، میزان ALP به طور معنیداری کاهش (05/0>P) و میزان AST، ALT، پروتئین کل و گلوکز نیز در میان تیمارهای آزمایشی به طور معنیداری افزایش یافت (05/0>P).
https://japb.guilan.ac.ir/article_2331_48f3a9874e851fd43b4fc12a3883cccc.pdf
2017-05-22
59
68
10.22124/japb.2017.2331
دیازینون
ماهی قرمز
آلکالین فسفاتاز
آسپارات آمینوترانسفراز
شاخصهای خونی
زینب
حنایی کاشانی
z.h.kashani@gmail.com
1
دانشجوی دکتری تکثیر و پرورش آبزیان، گروه شیلات، دانشگاه علوم کشاورزی و منابع طبیعی گرگان، گرگان، ایران
LEAD_AUTHOR
محمدرضا
ایمانپور
imanpoor@gau.ac.ir
2
استاد گروه شیلات، دانشگاه علوم کشاورزی و منابع طبیعی گرگان، گرگان، ایران
AUTHOR
وحید
زادمجید
3
استادیار گروه شیلات، دانشگاه کردستان، سنندج، ایران
AUTHOR
محمد
مازندرانی
mazandarani57@gmail.com
4
استادیار گروه شیلات، دانشگاه علوم کشاورزی و منابع طبیعی گرگان، گرگان، ایران
AUTHOR
اسماعیلی ساری ع. 1381. آلایندهها، بهداشت و استاندارد در محیط زیست. انتشارات نقش مهر. 180ص.
1
اولا ی. 1369.آلودگی ناشی از فضولات خانگی، شهری، کشاورزی، صنعتی و طبیعی، ساختار و نقش تالاب انزلی در مقابل آنها. اسناد مرکز تحقیقاتی شیلات استان گیلان، شماره 2. 150ص.
2
محمدنژاد شموشکی م.، سلطانی م.، شریفپور ع. و ایمانپور م. 1391. بررسی اثر غلظتهای تحت کشنده سم دیازینون بر فعالیت برخی آنزیمهای سرمی مولدین نر ماهی سفید. مجله دامپزشکی ایران، 8(4): 101-94.
3
محمدیها ح. 1377. بیوشیمی بالینی. انتشارات دانشگاه تهران. 826ص.
4
Adedeji O.B., Adeyemo O.K. and Agbede S.A. 2009. Effects of diazinon on blood parameters in the African catfish (Clarias gariepinus). African Journal of Biotechnology, 8(16): 3940–3948.
5
Bagheri H., Saraji M., Chitsazan M., Mousavi S.R. and Naderi M. 2000. Mixed-level orthogonal array design for the optimization of solid-phase extraction of some pesticide from surface water. Chromatology, 888(1): 197–208.
6
Banaee M., Mirvagefei A.R., Rafei G.R. and Majazi Amiri B. 2008. Effect of sub-lethal diazinon concentration on blood plasma biochemistry. International Journal of Environmental Research, 2(2): 189–198.
7
Banaee M., Sureda A., Mirvaghefi A.R. and Ahmadi K. 2010. Effects on diazinon on biochemical parameters of blood in rainbow trout (Oncorhynchus mykiss). Pesticide Biochemistery and Physiology, 99(1): 1–6.
8
Burkepile D.E., Moore M.T. and Holland M. M. 2000. Susceptibility of five nontarget organisms to aqueous diazinon exposure. Bulletin Environmental Contamination Toxicology, 64(1): 114–121
9
Coppage D.C. and Matthews E. 1974. Short term effects of organophosphate pesticide on cholinesterases of estuarine fishes and pink shrimp. Bulletin Environmental Contamination Toxicology, 11(5): 483–488.
10
Di Giulio R.T. and Hinton D.E. 2008. The Toxicology of Fishes. Taylor and Francis, England. 1096P.
11
Dutta H.M. and Meijer H.J.M. 2003. Sublethal effects of diazinon on the structure of the testis of bluegill, Lepomis macrochirus: A microscopic analysis. Environmental Pollution, 125: 355–360.
12
Lucas A. 1996. Bioenergetics of Aquatic Animals. CRC Press, USA. 169P.
13
Luskova V., Svoboda M. and Kolarova J. 2002. The effect of diazinon on blood plasma biochemistry in carp (Cyprinus carpio L.). Acta Veterinaria Brunensis, 71: 117–123.
14
Martin L.K. Jr. and Black M.C. 1998. Biomarker assessment of the effects of coal-strip mine contamination on channel catfish. Ecotoxicology and Environmental Safety, 41: 307–320.
15
Padash-Barmchi Z., Safahieh A., Bahmani M., Savari A. and Kazemi R. 2010. Immune responses and behavior alterations of Persian sturgeon fingerlings (Acipenser persicus) exposed to sub lethal concentrations of diazinon. Toxicological and Environmental Chemistry, 92(1): 159–167.
16
Pagana K.D. and Deska K. 1998. Mosby's Manual of Diagnostic and Laboratory Tests. Mosby Inc., Saint Louis. 1166P.
17
Simmons A. 1997. Hematology: A combined theoretical and technical approach. Butterworth-Heinemann, UK. 507P.
18
ORIGINAL_ARTICLE
توالییابی و بررسی الگوی بیان ژن CYP1A در اندامهای مختلف ماهی گلخورک (Periophthalmus waltoni) در شرایط طبیعی
سیتوکروم CYP1A از آنزیمهای مهم در سمزدایی است. از این رو شناسایی ژنهای سیتوکروم به درک فرآیند متابولیسم مواد آلی و پاسخهای سازشی ماهیان دریایی نسبت به PAHها کمک میکند. بدین منظور، 1035 نوکلئوتید از ناحیه ORF ژن CYP1A در ماهی گلخورک (Periophthalmus waltoni) توالییابی و شناسایی شد. در مقایسه بین اندامها، میزان بیان پایه ژن CYP1A در آبشش، کلیه، قلب، روده، پوست و مغز به ترتیب 33، 22، 19، 17، 11 و 11 درصد از بیان پایه در کبد بود. بر این اساس، در ماهی گلخورک نیز مانند سایر ماهیان، کبد بیشترین بیان ژن CYP1A را داشت، اما میزان بیان پایه این ژن در سایر اندامها در مقایسه با مطالعات گذشته، از درصد بالاتری برخوردار بود. اگر چه الگوی بیان پایه ژن به نوع گونه بستگی دارد، اما بالا بودن بیان پایه ژن CYP1A میتواند به دلیل مواجهه ماهی گلخورک با مواد آلاینده در شرایط طبیعی باشد. الگوی بیان پایه ژن CYP1A در اندامهای مختلف ماهی گلخورک نشان دهنده شرایط اکوفیزیولوژیکی خاص این گونه است. بنابراین میتوان الگوی بیان ژن CYP1A را در اندامهای مختلف گلخورک والتونی به عنوان نشانگر زیستی برای ارزیابی مواجهه با آلایندههای آلی به ویژه PAHها به کار برد.
https://japb.guilan.ac.ir/article_2333_4275002cc2a754fb59c2ff27ee9cba77.pdf
2017-05-22
69
86
10.22124/japb.2017.2333
سیتوکروم P450
اکوفیزیولوژی
بیومارکر
گلخورک والتونی
سید احمد
قاسمی
aqasemi@gmail.com
1
استادیار گروه بیوتکنولوژی پژوهشکده خلیج فارس، دانشگاه خلیج فارس، بوشهر، ایران
AUTHOR
عبدالعلی
موحدینیا
2
دانشیار گروه زیستشناسی دریا، دانشکده علوم دریایی، دانشگاه علوم فنون دریایی خرمشهر، خرمشهر، ایران
LEAD_AUTHOR
نگین
سلامات
neginsalamat?@yahoo.com
3
دانشیار گروه زیستشناسی دریا، دانشکده علوم دریایی، دانشگاه علوم فنون دریایی خرمشهر، خرمشهر، ایران
AUTHOR
بهرام
کاظمی
amovahedinia@gmail.com
4
استاد گروه انگلشناسی، دانشکده پزشکی، دانشگاه علوم پزشکی شهید بهشتی، تهران، ایران
AUTHOR
Abdoli A. 2000. The Inland Water Fishes of Iran. Iranian Museum of Nature and Wildlife, Iran. 378P.
1
Agorreta A., San Mauro D., Schliewen U., Van Tassell J.L., Kovacic M., Zardoya R. and Ruber L. 2013. Molecular phylo-genetic of Gobioidei and phylo-genetic placement of European gobies. Molecular Phylogenetics and Evolution 69(3): 619–633.
2
AnsariA.A.,TrivediS.,SagguS. and Rehman H. 2014. Mudskipper: A biological indicator for environmental monitoring and assessment of coastal waters. Journal of Entomology and Zoology Studies, 2(6): 22–33.
3
Brammell B.F., McClain J.S., Oris J.T., Price D.J., Birge W.J. and Elskus A.A. 2010. CYP1A expression in caged rainbow trout discriminates among sites with various degrees of polychlorinated biphenyl contamination. Archives of Environmental Contamination and Toxicology, 58(3): 772–782.
4
Campbell P.M. and Devlin R.H. 1996. Expression of CYP1A1 in livers and gonads of Pacific salmon: Quantitation of mRNA levels by RT-PCR. Aquatic Toxicology, 34(1): 47–69.
5
Dorrington T., Zanette J., Zacchi F.L., Stegeman J.J. and Bainy A.C.D. 2012. Basal and 3-methylcholanthrene-induced expression of cytochrome P450 1a, 1b and 1c genes in the Brazilian guppy, Poecilia vivipara. Aquatic Toxicology, 124–125: 106–113.
6
Erdogan O., Ceyhun S.B., Ekinci D. and Aksakal E. 2011. Impact of deltamethrin exposure on mRNA expression levels of metallo-thionein A, B and cytochrome P450 1A in rainbow trout muscles. Gene, 484: 13–17.
7
Gao K., Brandt I., Goldstone J.V. and Jonsson M.E. 2011. Cytochrome P450 1a, 1b, and 1c Mrna induction patterns in three-spined stickleback exposed to a transient and a persistent inducer. Comparative Biochemistry and Physiology C, 154(1): 42–55.
8
Jonsson M.E., Gao K., Olsson J.A., Goldstone J.V. and Brandt I. 2010. Induction patterns of new Cyp1 genes in environmentally exposed rainbow trout. Aquatic Toxicology, 98(4): 311–321.
9
Jonsson M.E., Orrego R., Woodin B.R., Goldstone J.V. and Stegeman J.J. 2007. Basal and 3,3′,4,4′,5-pentachlorobiphenyl-induced expression of cytochrome P450 1a, 1b and 1c genes in zebrafish. Toxicology and Applied Pharmacology, 221(1): 29–41.
10
Jung J.H., Kim M., Yim U.H., Ha S.Y., An J.G., Won J.H., Han G.M., Kim N.S., Addison R.F. and Shim W.J. 2011. Biomarker responses in pelagic and benthic fish over 1 year following the Hebei Spirit oil spill (Taean, Korea). Marine Pollution Bulletin, 62(8): 1859–1866.
11
Lee Y.M., Williams T.D., Jung S.O. and Lee J.S. 2005. cDNA cloning and expression of a cytochrome P450 1A (CYP1A) gene from the hermaphroditic fish Rivulus marmoratus. Marine Pollution Bulletin, 51: 769–775.
12
Livak K.J. and Schmittgen T.D. 2001. Analysis of relative gene expression data using real-time quantitative PCR and the 2−ΔΔCT method. Methods, 25(4): 402–408.
13
Murdy E.O. 1989. A taxonomic revision and cladistic analysis of the Oxudercinae gobies (Gobiidae: Oxudercinae). Records of the Australian Museum, 11: 1–93.
14
Oh S.M., Park K. and Chung K.H. 2006. Combination of in vitro Bioassays encompassing different mechanisms to determine the endocrine-disrupting effects of river water. Science of the Total Environment, 354(2–3): 252–264.
15
Rees C.B. and Li W. 2004. Develop-ment and application of a real-time quantitative PCR assay for determining CYP1A transcripts in three genera of salmonids. Aquatic Toxicology, 66(4): 357–368.
16
Rees C.B., Wu H. and Li W. 2005. Cloning of Cyp1a in Atlantic salmon (Salmo salar). Aquaculture, 246(1–4): 11–23.
17
Shirani M., Mirvaghefi A., Farahmand H. and Abdollahi M. 2012. Biomarker responses in mudskipper (Periophthalmus waltoni) from the coastal areas of the Persian Gulf with oil pollution. Environmental Toxicology and Pharmacology, 43: 705–713.
18
TamuraK.,StecherG.,PetersonD.,Filipski A. and Kumar S. 2013. MEGA6: Molecular evolutionary genetics analysis version 6.0. Molecular Biology and Evolution, 30(12): 2725–2729.
19
Thacker C.E. 2003. Molecular phylogeny of the gobioid fishes. Molecular Phylogenetics and Evolution, 26(3): 354–368.
20
Thompson J.D., Gibson T.J. and Higgins D.G. 2002. Multiple sequence alignment using ClustalW and ClustalX. P: 2.3.1–2.3.22. In: Roberts R.J. (Ed.). Current Protocols in Bioinformatics, John Wiley and Sons, Inc. USA.
21
Uno T., Ishizuka M. and Itakura T. 2012. Cytochrome P450 (CYP) in fish. Environmental Toxicology and Pharmacology, 34(1): 1–13.
22
Yengi L.G., Xiang Q., Pan J., Scatina J.A., Kao J., Ball S.E., Fruncillo R., Ferron G. and Roland Wolf C. 2003. Quantitation of cytochrome
23
P450 mRNA levels in human skin. Analytical Biochemistry, 316: 103–110.
24
Yuan L., Lv B., Zha J., Wang Z., Wang W., Li W. and Zhu L. 2013. New cytochrome P450 1B1, 1C1, 2Aa, 2Y3, and 2K genes from Chinese rare minnow (Gobiocypris rarus): Molecular characterization, basal expression and response of rare minnow CYP1s and CYP2s mRNA exposed to the AHR agonist benzo [a] pyrene. Chemosphere, 93: 209–216.
25
Zanette J., Jenny M.J., Goldstone J.V., Woodin B.R., Watka L.A., Bainy A.C.D. and Stegeman J.J. 2009. New cytochrome P450 1b1, 1c2 and 1d1 genes in the killifish Fundulus heteroclitus: Basal expression and response of five killifish Cyp1s to the Ahr agonist Pcb126. Aquatic Toxicology, 93(4): 234–243.
26
Zapata-Perez O., Gold-Bouchot G., Ortega A., Lopez T., Albores A. 2002. Effect of pyrene on hepatic cytochrome P450 1A (CYP1A) expression in Nile tilapia (Oreochromis niloticus). Archives of Environmental Contamination and Toxicology
27
ORIGINAL_ARTICLE
پتانسیل ضدباکتریایی اسانس رزماری (Rosmarinus officinalis) و نایسین بر فیله ماهی کپور نقرهای (Hypophthalmichthys molitrix) در دمای 4 درجه سانتیگراد
افزایش ماندگاری محصولات آبزی از جمله دغدغههای مهم صنعت فرآوری است. بنابراین، مطالعه حاضر با هدف ارزیابی پتانسیل ضدباکتریایی اسانس رزماری و نایسین بر فیله ماهی کپور نقرهای انجام شد. تیمارهای مورد استفاده در این مطالعه شامل تیمار شاهد (فاقد هر ماده افزودنی)، رزماری (5/1 درصد) و نایسین (5/0 گرم بر کیلوگرم) و ترکیب نایسین و رزماری است و به منظور بررسی اثر ضدباکتریایی این دو ماده، باکتری Salmonella typhimurium روی فیلههای ماهی فیتوفاگ به میزان log CFU/g 5 تلقیح شد. همچنین تاثیرگذاری هر یک از تیمارها با شمارش باکتریهای کل، باکتریهای سرماگرا، باکتریهای اسید لاکتیک و باکتری S. typhimurium در زمانهای مختلف (0، 3، 6 و 9 روز) ارزیابی شد. نتایج به دست آمده حاکی از اثرگذاری مثبت معنیدار (05/0>P) هر یک از تیمارهای آزمایشی در قیاس با شاهد بود. استفاده مجزا از هر یک از دو ماده افزودنی رزماری و نایسین از عملکرد به مراتب بهتری در مقایسه با حالت ترکیبی برخوردار بود. با توجه به یافتهها، میتوان از تیمارهای مجزای رزماری و نایسین به عنوان تیمارهای برگزیده از حیث توان مهار بار میکروبی در فیله ماهی فیتوفاگ نام برد.
https://japb.guilan.ac.ir/article_2345_d54c7d0d114ec3a7444cb25a8e4c287d.pdf
2017-05-22
87
106
10.22124/japb.2017.2345
ضدباکتریایی
نایسین
اسانس رزماری
ماهی کپور نقرهای
مهشید
شاملوفر
shamloofar@gmail.com
1
استادیار گروه شیلات، واحد آزادشهر، دانشگاه آزاد اسلامی، آزادشهر، ایران
LEAD_AUTHOR
زهرا
غیاثوند
zaghiasvand@yahoo.com
2
استادیار گروه شیلات، واحد آزادشهر، دانشگاه آزاد اسلامی، آزادشهر، ایران
AUTHOR
مازیار
کمالی
mehrdad_kamali86@yahoo.com
3
کارشناس ارشد شیلات، عضو باشگاه پژوهشگران جوان و نخبگان، واحد آزادشهر، دانشگاه آزاد اسلامی، آزادشهر، ایران
AUTHOR
فاطمه
بای
shamloofar@yahoo.com
4
کارشناس ارشد علوم و صنایع غذایی، واحد آزادشهر، دانشگاه آزاد اسلامی، آزادشهر، ایران
AUTHOR
اعتمادی ح.، رضایی م. و عابدیان ع. 1387. پتانسیل آنتیباکتریایی و آنتیاکسیدانی عصاره رزماری (Rosmarinus officinalis) در افزایش عمر ماندگاری ماهی قزلآلای رنگینکمان (Oncorhynchus mykiss). فصلنامه علوم و صنایع غذایی، 4: 77-67.
1
انوری م.، بهنام ش.، رضایی م.، سلطانیان س. و صفری ر. 1388. پتانیل آنتیباکتریایی و آنتیاکسیدانی باکتریوسین Z در افزایش زمان ماندگاری فیله ماهی قزلآلا (Oncorhynchus mykiss) بستهبندی شده در خلا در دمای ºC4. ششمین همایش ملی بیوتکنولوژی جمهوری اسلامی ایران، انجمن بیوتکنولوژی جمهوری اسلامی ایران، تهران. ص: 128-121.
2
جنت علیپور ح.، شعبانپور ب. و صادقی ماهونک ع. 1390. تغییرات ایجاد شده در عملکرد پروتئین فیله ماهی قرهبرون (Acipenser persicus) طی فرآیندهای عملآوری. نشریه پژوهشهای صنایع غذایی، 21(4): 451-443.
3
چوبکار ن.، آخوندزاده بستی ا.، ساری ع.، گندمی ح. و امامیراد ا.م. 1391. بررسی تاثیر اسانس آویشن شیرازی (Zatariamultiflora Boiss) و نیسین بر کنترل کیفیت فیلههای سبک شور ماهی کپور نقرهای (Hypophthalmichthys molitrix). فصلنامه گیاهان دارویی، 11(2): 215-205.
4
چوبکار ن.، آخوندزاده بستی ا.، سلطانی م.، ساری ع.، ملکشاهی ع.، نعمتی غ. و پرتوی ر. 1389. مطالعه رشد باکتری (Staphylococcus aureus) در فیلههای ماهی کپور نقرهای فرآوری شده با نمک و نیسین. مجله تحقیقات دامپزشکی، 65(3): 198-193.
5
ذوالفقاری م.، شعبانپور ب. و فلاحزاده س. 1390.بررسی روند تغییرات شیمیایی، میکروبی و حسی فیله ماهی قزلآلای رنگینکمان جهت تعیین مدت زمان ماندگاری آن در دمای یخچال. نشریه شیلات، مجله منابع طبیعی ایران، 64(2): 119-107.
6
رضویلر و. 1389. باکتریهای بیماریزا در غذا. انتشارات دانشگاه تهران. 438ص.
7
زرگری ع. 1369. گیاهان دارویی، جلد چهارم. انتشارات دانشگاه تهران. 276ص.
8
سازمان ملی استاندارد ایران شماره1-8923. 1379. میکروبیولوژی مواد غذایی و خوراک دام، آمادهسازی آزمایه، سوسپانسیون اولیه و رقتهای اعشاری برای آزمونهای میکروبیولوژی، قسمت اول: مقررات کلی برای آمادهسازی سوسپانسیون اولیه و رقتهای اعشاری. موسسه استاندارد و تحقیقات صنعتی ایران.
9
سازمانملیاستانداردایرانشماره2629. 1378. میکروبیولوژی مواد غذایی و خوراک دام، روش شمارش میکروارگانیسمهای سرماگرا و سرمادوست. موسسه استاندارد و تحقیقات صنعتی ایران.
10
صفری ر. و سعیدی اصل م.ر. 1390. تاثیر نایسین A و بنزوات سدیم بر رفتار لیستریا مونوستیوژنز و برخی از پارامترهای میکروبی و شیمیایی در فیله ماهی فیتوفاگ (Hypophthalmichthys molitrix) نگهداری شده در دمای 4 درجه سلسیوس. مجله بهداشت مواد غذایی، 1(3): 13-1.
11
مشرقی م. و ممتازی ف. 1391. مقایسه اثر ضدمیکروبی عصارههای الکلی رزماری (Rosemarinus officinalis)، علف چای (Hypericum Perforatum) و کاجیره (Carthamus Tinctorious) بر مراحل مختلف رشد باکتری اشرشیا کولی 0157. مجله دانشگاه علوم پزشکی رفسنجان، 11(2): 111-103.
12
Arashisar S., Hisar O., Kaya M. and Yanik T. 2004. Effects of modified atmosphere and vacuum packaging on microbiological and chemical properties of rainbow trout (Oncorynchus mykiss) fillets. International Journal of Food Microbiology, 97: 209–214.
13
Burt S. 2004. Essential oils: Their antibacterial properties and potential application in foods, A review. International Journal of Food Microbiology, 94: 223–253.
14
Castellano P., Belfiore C. and Fadda S. 2008. A review of bacterio-cinogenic lactic acid bacteria used as bioprotective cultures in fresh meat produced in Argentina. Meat Science, 79: 483–499.
15
Chytiri S., Chouliara I., Savvaidis I.N. and Kontominas M.G. 2004. Microbiological, chemical and sensory assessment of iced whole and filleted aquacultured rainbow trout. Journal of Food Microbiology, 21: 157–165.
16
Del Campo J., Amiot M.J. and Nguyen-The C. 2000. Anti-microbial effect of rosemary extracts. Journal of Food Protection, 63: 1359–1368.
17
Elliason D.J. and Tatini S.R. 1999. Enhanced inactivation of (Salmonella typhimorium) verotoxigenic (Escheria coli) by nisin at 6.5 °C. Food Microbiology, 16: 257–267.
18
FaghaniLangroudiH.,SoltaniM., Kamali K., Ghomi M.R., Hoseini S.E., Benjakul S. and HeshmatipourZ.2011.Effect of (Listeria monocytogenes) inoculation, sodium acetate and nisin on microbiological and chemical quality of grass carp (Ctenopharyngodon idella) during refrigeration storage. African Journal of Biotechnology, 10(42): 8484–8490.
19
Gelman A., Glatman L., Drabkin V. and Harpaz S. 2001. Effects of storage temperature and preserv-ative treatment on shelf life of the pond raised fresh water fish, silver perch (Bidyanus bidyanus). Journal of Food Protection, 64(10): 1584–1591.
20
Georgantelis D., Ambrosiadis I., Katikou P., Blekas G. and Georgakis S.A. 2007. Effect of rosemary extract, chitosan and tocopherol on microbiological parameters and lipid oxidation of fresh pork sausage stored at 4°C. Meat Science, 76(1): 172–181.
21
Ghomi M.R., Nikoo M., Heshmatipour Z., Jannati A.A., Ovissipour M., Benjakul S., Hashemi M., Faghani Langroudi H., Hasandoost M. and Jadiddokhan D. 2011. Effect of sodium acetate and nisin on microbiological and chemical changes of cultured grass carp (Ctenopharyngodon idella) during refrigerated storage. Journal of Food Safety, 31: 169–175.
22
Gimenez B., Roncales P. and Beltran J.A. 2002. Modified atmosphere packaging of filleted rainbow trout. Journal of the Science of Food and Agriculture, 82(10): 1154–1159.
23
Grisi T.C. and Lira K.G. 2005. Action of nisin and high ph on growth of Staphylococcus aureus and Salmonella sp. in pure culture and the meat of land crab (Ucides cordatus). Brazilian Journal of Microbiology, 36: 151–156.
24
ICMSF (International Commission on Microbiological Specification for Foods). 1986. Microorganisms in foods: 2. Sampling for micro-biological analysis: Principles and specific applications. University of Toronto Press, Canada. 1465P.
25
Jones R., Hussein H.M. and Zagorec M. 2008. Isolation of lactic acid bacteria with inhibitory activity against pathogens and spoilage organisms associated with fresh meat. Food Microbiology, 25: 228–234.
26
Juncioni de Arauz L., Faustino Jozala A., Gava Mazzola P. and Vessoni Penna T.C. 2009. Nisin biotechnological production and application, A review. Trends in Science and Technology, 20: 146–154.
27
Moosavi M.H., Akhondzadeh Basti A., Misaghi A., Zahraei Salehi T., Abbasifar R., Ebrahimzadeh Mousavi H.A., Alipour M., Emami Razavi N., Gandomi H. and Noori N. 2008. Effect of Zataria multiflora Boiss. essential oil and nisin on (Salmonella typhimurium) and (Staphylococcus aureus) in a food model system and on the bacterial cell membranes. Food Research International, 41: 1050–1057.
28
Ojagh S.M., Rezaei M., Razavi S.H. and Hosseini S.M.H. 2010. Effect of chitosan coatings enriched with cinnamon oil on the quality of refrigerated rainbow trout. Food Chemistry, 120(1): 193–198.
29
Peiretti P.G., Gai F., Ortoffi M., Aigotti R. and Medana C. 2012. Effects of rosemary oil (Rosmarinus officinalis) on the shelf-life of minced rainbow trout (Oncorhynchus mykiss) during refrigerated storage. Foods, 1: 28–39.
30
Rezaei M. and Hosseini S. 2008. Quality assesssment of farmed rainbow trout (Oncorhynchus mykiss) during chilled storage. Journal of Food Science, 73: 93–96.
31
Sallam K.I. 2007. Antimicrobial and antioxidant effects of sodium acetate, sodium lactate and sodium citrate in refrigerated sliced salmon. Food Control, 18(5): 566–575.
32
Savvaidis I.N., Skandamis P.N., Riganakos K.A., Panagiotakis N. and Kontominas M.G. 2002. Control of natural microbial flora and Listeria monocytogenes in vacuum packaged trout at 4 and 10°C using irradiation. Journal of Food Protection, 65: 515–522.
33
Shahbazi Y. 2016. The antibacterial effect of Ziziphora clinopodioides essential oil and nisin against Salmonella typhimurium and Staphylococcus aureus in doogh, a yoghurt-based Iranian drink. Veterinary Research Forum, 7: 213–219.
34
Shirazinejad A.R., Noryati I., Rosma A. and Darah I. 2010. Inhibitory effect of lactic acid and nisin on bacterial spoilage of chilled shrimp. World Academy of Science, Engineering and Technology, 65: 163–167.
35
Yin M.C. and Cheng W.S. 2003. Antioxidant and antimicbrobial effect of four garlic drived organo-sulfur compound in ground beef. Meat sciences, 63: 23–28.
36
Zakipour Rahimabadi E., Rigi M. and Rahnama M. 2013. Combined effects of Zataria multiflora Boiss essential oil and nisin on the shelf-life of refrigerated rainbow trout (Oncorhynchus mykiss) fillets. Iranian Journal of Fish Sciences, 12(1): 115–126.
37
ORIGINAL_ARTICLE
تاثیر بهبودبخش پودر سیر (Allium sativum) به عنوان مکمل غذایی بر شاخصهای رشد و ایمنی بچه تاسماهی سیبری (Acipenser baerii)
در این مطالعه، تاثیر مکمل پودرسیر (Allium sativum) بر شاخصهای رشد و پارهای از شاخصهای ایمنی بچه تاسماهی سیبری (Acipenser baerii) مورد بررسی قرار گرفته است. به این ترتیب که150 قطعه بچه تاسماهی با متوسط وزن 40/0±45/30 گرم بدون داشتن اختلاف معنی دار آماری در 15 مخزن فایبرگلاس توزیع شدند و با 5 جیره غذایی (AS0، AS0.5، AS1،AS1.5، AS2) که به آنها مکمل پودر سیر با مقادیر 0، 5/0، 1، 5/1 و 2 درصد جیره اضافه شده بود به مدت 8 هفته تغذیه شدند. در پایان دوره پرورش، بیشترین وزن نهایی، درصد افزایش وزن بدن، رشد روزانه و ضریب رشد ویژه از آن ماهیان تغذیه شده با جیره 5/0 و 1 درصد پودر سیر بود (05/0>P). مطلوبترین ضریب تبدیل غذا در ماهیانی ثبت شد که با جیره AS1 (حاوی 1 درصد پودر سیر) تغذیه شده بودند (05/0>P). نسبت بازده پروتئین در ماهیان تغذیه شده با جیره AS1 به طور معنیداری بر سایر تیمارهای آزمایشی برتری داشت (05/0>P). میزان لیزوزیم در ماهیان تغذیه شده با جیره AS1 و AS1.5 به طور معنیداری نسبت به تیمار شاهد (AS0) افزایش یافت، در صورتی که بیشترین میزان IgMدر ماهیان تغذیه شده از تیمار حاوی 5/1 درصد پودر سیر ثبت شد (05/0>P). میزان کمپلمان (C4) از سطوح پودر سیر به کار رفته در جیره غذایی تاثیر نپذیرفت (05/0<P). نتایج این مطالعه نشان داد که اضافه کردن پودر سیر به ترتیب در سطوح 1 و 5/1 درصد موجب افزایش شاخصهای رشد و شاخصهای ایمنیIgM و لیزوزیم در تاسماهی سیبری شد.
https://japb.guilan.ac.ir/article_2346_01fe7a683ea160b94ea41dd7590104f6.pdf
2017-05-22
107
125
10.22124/japb.2017.2346
افزایش وزن
ضریب تبدیل غذا
لیزوزیم
IgM
کمپلمان
هوشنگ
یگانه راستهکناری
1
دانش آموخته کارشناسی ارشد گروه شیلات، واحد رشت، دانشگاه آزاد اسلامی، رشت، ایران
AUTHOR
حبیب
وهابزاده رودسری
2
استادیار گروه شیلات، مرکز تحقیقات علوم شیلاتی و فنون دریایی دکتر کیوان، واحد لاهیجان، دانشگاه آزاد اسلامی، چمخاله، ایران
LEAD_AUTHOR
محمد علی
یزدانی ساداتی
3
دانشیار موسسه تحقیقات بین المللی تاسماهیان دریای خزر، سازمان تحقیقات، آموزش و ترویج کشاورزی، رشت، ایران
AUTHOR
بهمنیم.وکاظمیر.1377.مطالعه بافتشناسی غدد جنسی در تاسماهیان جوان پرورشی. مجله علمی شیلات ایران، 7(1): 15-1.
1
پیغان ر.، رضایی آ. و زادپرور ن. 1393. مطالعه تاثیر عصاره سیر خام بر میزان رشد و هیستوپاتولوژی کبد، کلیه و حباب رودهای در ماهی کپور معمولی (Cyprinus carpio). نشریه دامپزشکی، 27(4): 78-68.
2
حمیداوی ا. 1390. بررسی اضافه کردن پودر سیر Allium sativum به غذا و تاثیر آن بر بافت روده و شاخصهای رشد ماهی کپور معمولی. پایاننامه کارشناسی ارشد، دانشگاه آزاد اسلامی، واحد خرمشهر. 130ص.
3
خدادادی م.، پیغان ر. و حمیداوی آ. 1391. بررسی تاثیر افزودنی خوراکی پودر سیر (Allium sativum) بر روی شاخصهای رشد ماهی کپور معمولی. نشریه علوم درمانگاهی و دامپزشکی ایران، 6(2): 56-48.
4
رخشان م.، احمدی ک. و مجتهدزاده ر. 1379. خونشناسی، انعقاد و طب انتقال خون- تشخیص و پیگیری بالینی بیماریها به کمک روشهای آزمایشگاهی هنری (دیویدسن؛ ترجمه). انتشارات تیمورزاده. 216ص.
5
رئیسیم.،فخریانم.،جعفریانم.وورشوچی ح. 1392. مطالعه تاثیر اسانس برخی گیاهان غیردارویی بر تاسماهی استرلیاد (Acipenserruthenus). مجله علمی پژوهشی زیستشناسی دریا (دانشگاه آزاد اسلامی واحد اهواز)، 6(21): 28-23.
6
زارعح.،حسینیس.ع.،سوداگرم.وزندهبودیم. 1393. اثرات عصاره سیر بر شاخصهای رشد و مقاومت پست لارو میگوی وانامی (Litopenaeus vanamei) و تحمل آن در برابر استرسهای شوری وpH . مجله بهرهبرداری و پرورش آبزیان، 3(1): 16-1.
7
سلطانی م.، ظریفمنش ط. و ذریهزهرا س. ج. 1391. مطالعه تاثیر اسانس آویشن شیرازی (Zataria multiflora) بر میزان فعالیت سیستم عامل مکمل و لایزوزیم خون ماهی قزلآلای رنگینکمان. مجله علمی شیلات ایران،21(4): 23-13.
8
شفیعزاده ف. 1381.گیاهان دارویی لرستان. انتشارات دانشگاه علوم پزشکی لرستان. 576ص.
9
یزدانی ساداتی م.ر.، پورکاظمی م.، شکوریان م.، پورعلی فشتمی ح.ر.، پیکران مانا ن.، سیدحسنی م.ح.، یگانه ه. و پورصفر م. 1390. ترویج و پرورش فیلماهی به منظور تولید گوشت و خاویار. موسسه تحقیقات شیلات ایران. 59ص.
10
Acton R.T., Weinheimer P.F., Hall S.J., Niedermeier W., Shelton E. andBennettJ.C.1971.Tetrameric immune macroglobulin in three orders of bony fishes. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America, 68: 107–111.
11
Agarwal K.C. 1996. Therapeutic action of garlic constituents. Review Journal of Medical Research, 16: 111–124.
12
Ahmed S.D., Salah M.A., George J., Yasser A. and Mohamed H.F.M. 2008. Effect of garlic, black seed and Biogen as immunostimulants on the growth and survival of Nile tilapia, Oreochromis niloticus (Teleostei: Cichlidae), and their response to artificial infection with Pseudomonas fluorescens. African Journal of Aquatic Science, 33: 63–68.
13
AmagaseH.,PeteschB.L.,MatsuuraH., Kasuga S. and Itakura Y. 2001. Recent advances on the nutritional effects associated with the use of garlic as a supplement intake of garlic and its bioactive components. Journal of Nutrition, 131: 955S–962S.
14
Arora D.S. and Kaur J. 1999. Antimicrobial activity of spices. International Journal of Antimicrobial Agents, 12: 257–262.
15
Bricknell I. and Dalmo R.A. 2005. The use of immunostimulants in fish larval aquaculture. Fish and Shellfish Immunology, 19(5): 457–472.
16
Corzo-Martinez M., Corzo N. and
17
Villamiel M. 2007. Biological properties of onions and garlic. Trends in Food Science and Technology, 18: 609–625.
18
Dalmo R.A. and Seljelid R. 1995. The immunomodulatory effect of LPS, laminaran and sulphated laminaran [b(1,3)-D-glucan] on Atlantic salmon, Salmo salar L., macrophages in vitro. Journal of Fish Diseases, 18(2): 175–185.
19
Diab A.S., El-Nagar G.O. and Abd-El-Hady Y.M. 2002. Evaluation of Nigella sativa L. (black seeds; baraka), Allium sativum (garlic) and BIOGEN as feed additives on growth performance and immune-stimulants of Oreochromis niloticus fingerlings. Suez Canal Veterinary Medicine Journal, 122: 745–775.
20
Ellis A.E., Stolen J.S., Fletcher T.C., Anderson D.P., Roberson B.S. and Van Muiswinkel W.B. 1990. Lysozyme Assay, Techniques in Fish Immunology. Fair Haven, NJ: SOS Publications, USA. 220P.
21
Engstad R.E., Robertson B. and Frivold E. 1992. Yeast glucan induces increase in activity of lysozyme and complement mediated haemolytic activity in Atlantic salmon blood. Fish and Shellfish Immunology, 2: 287–297.
22
Farahi A., Kasiri M., Sudagar M., Iraei M.S. and Shahkolaei M.D. 2010. Effect of garlic (Allium sativum) on growth factors, some hematological parameters and body compositions in rainbow trout (Oncorhynchus mykiss). AACL BIOFLUX Aquaculture, Aquarium, Conservation and Legislation, 3(4): 317–323.
23
Fazlolahzadeh F., Keramati K., Nazifi S., Shirian S. and Seifi S. 2011. Effect of garlic (Allium sativum) on hematological parameters and plasma activities of ALT and AST of rainbow trout in temperature stress. Australian Journal of Basic and Applied Sciences, 5(9): 84–90.
24
Hung S.S.O. and Lutes P.B. 1987. Optimum feeding rate of hatchery-produced juvenile white sturgeon (Acipenser transmontanus) at 20°C. Aquaculture, 65: 307–317.
25
Hung S.S.O. 1991. Nutrition and feeding of hatchery-produced juvenile white sturgeon (Acipenser transmontanus): An overview. P: 65–77. In: Williot P. (Ed.). Proceedings of the First International Symposium on the Sturgeon, Cemagref, France.
26
Jayaprakas V. and Euoharsia J. 1996. Growth performance of Labeo rohita (ham) Livol (IHF-1000) an herbal product. Indian National Science Academic, 63: 1–10.
27
Jenkins J.A. and Ourth D.D. 1993. Opsonic effect of the alternative complement pathway on channel catfish peripheral blood phagocytes. Veterinary Immunology and Immunopathology, 39: 447–459.
28
Kaushik S.J., Luquet P., Blanc D. and Paba A. 1989. Studies on the nutrition of the Siberian sturgeon, Acipenser baerii: I. Utilization of digestible carbohydrates by sturgeon. Aquaculture, 50: 89–101.
29
Khalil R.H., Nadia B.M. and Suleiman M.K. 2001. Effect of diojen and levamisol HICl on the minio response of cultured Oreochromis nilotricus to Aeromonas hydrophila vaccine. Journal of the Egyptian Veterinary Medical Association, 11(2): 381–392.
30
Kown O.S., Cho J.H., Min B.J., Kim H.J., Chen Y.G., Yoo J.S., Kim I.H., La J.C. and Park H.K. 2005. Effect of supplemental medicinal plants (Artemisia, Acanthopanax and garlic) on growth performance, IGF-1 and meat quality characteristics in growing-finishing pigs. Korean Journal for Food Science of Animal Resources, 25(3): 316–321.
31
Lammens M., Decostere A. and Haaesebrouck F. 2000. Effects of Flavobaterium psychrophilium strains and their metabolites on the oxidative activity of rainbow trout Oncorhynchus mykiss phagocytes. Disease of Aquaculture Organism, 41: 173–179.
32
LapatraS.E.,LaudaK.A.,Jones
33
G.R., Sjhewmaker W.S. and Bayne C.J. 1998. Resistance to IHN virus infection in rainbow trout is increased by glucan while subsequent production of serum neutralizing activity is decreased. Fish and Shellfish Immunology, 8: 435–446.
34
Magnadottir B. 2006. Innate immunity of fish (overview). Fish and Shellfish Immunology, 20: 137–151.
35
Matsuyama M., Adachi S., Nagahama Y., Kitajima C. and Matsuura S. 1991. Annual reproductive cycle of the captive female Japanese sardine Sardinops melanostictus: Relationship to ovarian development and serum levels of gonadal steroid hormones. Marine Biology, 108: 21–29.
36
Medale F., Blank D. and Kaushik S.J. 1991. Studies on the nutrition of Siberian sturgeon, (A. baeri). 11. Utilization of dietary non protein energy by sturgeon. Aquaculture, 93: 143–154.
37
Mohseni M., Ozorio R.O.A., Pourkazemi M. and Bai S.C. 2008. Effects of dietary L-Carnitine supplements on growth and body in beluga sturgeon (Huso huso) juveniles. Journal of Applied Ichthyology, 24: 646–649.
38
Ndong D. and Fall J. 2011. The effect of garlic (Allium sativum) on growth and immune responses of hybrid tilapia (Oreochromis niloticus × Oreochromis aureus). Journal of Clinical Immunology and Immunopathology Research, 3(1): 1–9.
39
Ndong D., Chen Y.Y., Lin Y.H., Vaseeharan B. and Chen J.C. 2007. The immune response of tilapia Oreochromis mossambicus and its susceptibility to Streptococcus iniae under stress in low and high temperatures. Fish and Shellfish Immunology. 22(6): 686–694.
40
Nwabueze A.A. 2012. The effect of garlic (Allium sativum) on growth and haematological parameters of Clarias gariepinus (Burchell, 1822). Sustainable Agriculture Research, 1(2): 222–228.
41
Nya E.J. and Austin B. 2009. Use of garlic, Allium sativum, to control Aeromonas hydrophila infection in rainbow trout, Oncorhynchus mykiss (Walbaum). Journal of Fish Diseases, 32: 963–970.
42
Paulsen S.M., Lunde H., Engstad R.E. and Robertsen B. 2003. In vivo effects of glucan and LPS on regulation of lysozyme activity and mRNA expression in Atlantic salmon (Salmo salar L.). Fish and Shellfish Immunology, 14: 39–54.
43
Peddie V.L., Van Teijlingen E. and Bhattacharya S. 2005. A qualitative study of women’s decision-making at the end of IVF treatment. Human Reproduction, 20: 1944–1951.
44
Platel K. and Srinivasan K. 2004. Stimulant action of spices: A myth or reality. Indian of Medical Research, 119: 167–179.
45
Raa J. 1996. The use of immune-stimulatory substances in fish and shellfish farming. Reviews in Fisheries Science, 4(3): 229–288.
46
Ronyai A., Peteri A. and Radics F. 1990. Cross breeding of sterlet and Lena River’s sturgeon. Aquaculture Hungarica (Szarvas), 6: 13–18.
47
Sahu S., Das B.K., Mishra B.K., Pradhan J. and Sarangi N. 2007. Effects of Allium sativum on the immunity and survival of Labeo rohita infected with Aeromonas hydrophila. Journal of Applied Ichthyology, 23: 80–86.
48
Shalaby A.M., Khattab Y.A. and Abdel Rahman A.M. 2006. Effect of garlic (Allium sativum) and chloramphenicol on growth performance, physiological parameters and survival of Nile tilapia (Oreochromis niloticus). Journal of Venomous Animals and Toxins Including Tropical Diseases, 12(2): 172–201.
49
Shi X., Zhuang P., Zhang L., Feng G., Chen L., Liu J. and Wang R. 2009. Growth inhibition of Siberian sturgeon (Acipenser baerii) from dietary and waterborne fluoride. Research Report Fluoride, 42(2): 137–141.
50
Talpur A.D. and Ikhwanuddin M. 2012. Dietary effects of garlic (Allium sativum) on haemato-immunological parameters, survival, growth, and disease resistance against Vibrio harveyi infection in Asian sea bass, Lates calcarifer (Bloch). Aquaculture, 364-365: 6-12.
51
Thanikachalam K., Kasi M. and Rathinam X. 2010. Effect of garlic peel on growth, hematological parameters and disease resistance against Aeromonas hydrophila in African catfish Clarias gariepinus (Bloch) fingerlings. Asian Pacific Journal of Tropical Medicine, 614–618.
52
Xue M., Luo W., Ren Z., Gao P., YuY.andPearlG.2006.Effects of six alternative lipid sources on growth and tissue fatty acid composition in Japanese sea bass (Lateolabrax Japanicus). Aquaculture, 206: 206–214.
53
Yano T., Matsuyama H. and Mangindaan R.E.P. 1991. Poly-saccharide induced protection of carp Cyprinus carpio against bacterial infection. Journal of Fish Disease, 14: 577–582.
54