بررسی القای ماده‌زایی میوزی با استفاده از پرتوی فرابنفش و شوک سرمایی در ماهی پرت خونی

نوع مقاله : مقاله پژوهشی

نویسندگان

1 استادیار گروه شیلات، دانشکده منابع طبیعی و علوم زمین، دانشگاه شهرکرد، شهرکرد، ایران

2 دانشجوی کارشناسی ارشد شیلات، دانشکده منابع طبیعی و علوم زمین، دانشگاه شهرکرد، شهرکرد، ایران

3 کارشناس ارشد گروه شیلات، دانشکده منابع طبیعی و علوم زمین، دانشگاه شهرکرد، شهرکرد، ایران

4 دانشیار گروه شیلات، دانشکده منابع طبیعی و علوم زمین، دانشگاه شهرکرد، شهرکرد، ایران

10.22124/japb.2024.26606.1528

چکیده

هدف از این مطالعه امکان ایجاد ماده­زایی در ماهی پرت خونی (Blood Parrot) با استفاده از اسپرم‌های پرتو دیده و شوک سرمایی بود. برای این منظور از 20 قطعه ماهی پرت ماده و 3 قطعه ماهی فلاورهورن نر (گرید A) که دارای دورگه زیستا هستند، استفاده شد. در ابتدا ژنوم اسپرم­های ماهی فلاورهورن با استفاده از پرتوی فرابنفش در دامنه 254 نانومتر و با مقدار تابش 30 ژول بر متر مربع تخریب شد و با تخم‌های به دست آمده از ماهی پرت لقاح داده شدند. چهار دقیقه پس از لقاح، تخم­های لقاح یافته هاپلوئید با استفاده از شوک سرمایی (5/0±9 درجه سانتی‌گراد) به مدت 30 دقیقه به حالت دیپلوئید تبدیل شدند. به منظور بررسی ماده‌زایی از روش فنوتیپیک با بررسی رنگ چشم­ها و شکل بدن در بچه­ماهیان استفاده شد. بر اساس نتایج به دست آمده، درصد تخم‌گشایی و بقای لاروها و بچه‌ماهیان در گروه اسپرم پرتو دیده به طور معنی­داری از گروه شاهد کمتر بود. تنها 78/15 درصد از بچه­ماهیان در تیمار اسپرم پرتو دیده کاملا شبیه والد ماده بودند (05/0P<). طبق نتایج، تاثیر پرتوی فرابنفش و شوک سرمایی بر درصد بازماندگی جنین و لاروها بلافاصله پس از لقاح مشهودتر بود و پس از تخم‌گشایی تاثیر آنها کاهش یافت. به طور کلی، این مطالعه نشان داد که امکان القای ماده­زایی ماهی پرت با استفاده از پرتوی فرابنفش وجود دارد، ولی افزایش درصد تخم‌گشایی و میزان بقای ماده­زادهای تولید شده نیازمند پژوهش‌های بیشتری است. بنابراین بررسی مقادیر دیگر پرتوی فرابنفش با مدت زمان‌های مختلف برای پرتودهی و استفاده از دماهای مختلف در حین انجام شوک دمایی برای افزایش بازده ماده­زایی این گونه در آینده پیشنهاد می­شود.

کلیدواژه‌ها

موضوعات


Aluko P.O. 1998. Induction of artificial meiotic gynogenesis with ultraviolet rays in the Africa catfish, Clarias anguillaris. Nigerian Journal of Biotechnology, 9(1): 76–81. doi: 10.1111/j.1095-86 49.1993.tb00301.x
Arai K., Masaoka T. and Suzuki R. 1992. Optimum conditions of UV ray irradiation for genetic inactivation of loach (Misgurnus anguillicaudatus) eggs. Bulletin of the Japanese Society of Scientific Fisheries, 58(7): 1197–1201. doi: 10.2331/suisan.58.1197
Chen R., Lou B., Xu D., Zhan W., Takeuchi Y., Yang F. and Liu F. 2017. Induction of meiotic gyno-genesis in yellow drum (Nibea albiflora, Sciaenidae) using heterologous sperm and evidence for female homogametic sex determination. Aquaculture, 479: 667–674. doi: 10.1016/j.aquaculture. 2017.07.009
Don J. and Avtalion R.R. 1993. Ultraviolet irradiation of tilapia spermatozoa and the Hertwig effect: Electron microscopic analysis. Journal of Fish Biology, 42(1): 1–14. doi: 10.1111/j.1095-86 49.1993.tb00301.x
Felip A., Zanuy S., Carrillo M. and Piferrer F. 2001. Induction of triploidy and gynogenesis in teleost fish with emphasis on marine species. Genetica, 111: 175–195. doi: 10.1023/a:1013724322169
Fopp-Bayat D., Ocalewicz K., Kucinski M., Jankun M. and Laczynska B. 2017. Disturbances in the ploidy level in the gynogenetic sterlet Acipenser ruthenus. Journal of Applied Genetics, 58: 373–380. doi: 10.100 7/s13353-017-0389-2
Hassanzadeh Saber M. and Hallajian A. 2014. Study of sex determination system in ship sturgeon, Acipenser nudiventris using meiotic gynogenesis. Aquaculture International, 22(1): 273–279. doi: 10.1007/s10499-013-9 676-z
Juarez-Juarez V., Alcantar-Vazquez J.P., Antonio-Estrada C., Marin-Ramirez J.A. and Moreno-De La Torre R. 2017. Feminization by 17α-ethinylestradiol of the progeny of XY-female Nile tilapia (Oreochromis niloticus). Effects on growth, condition factor and gonadosomatic index. Turkish Journal of Fisheries and Aquatic Sciences, 17(3): 599–607. doi: 10.4 194/1303-2712-v17_3_16
Kucharczyk D., Zarski D., Targonska K., Luczynski M. J., Szczerbowski A., Nowosad J. and Mamcarz A. 2014. Induced artificial androgenesis in common tench, Tinca tinca (L.), using common carp and common bream eggs. Italian Journal of Animal Science, 13(1): 196–200. doi: 10.40 81/ijas.2014.2890
Kwik J.T.B., Lim R.B.H., Liew J.H. and Yeo D.C.J. 2020. Novel cichlid-dominated fish assembl-ages in tropical urban reservoirs. Aquatic Ecosystem Health and Management, 23(3): 249–266. doi: 10.1080/14634988.2020.1778308
Luczynski M.J., Nowosad J., Luczynska J. and Kucharczyk D. 2024. The induction of meiotic gynogenesis in Northern pike (Esox lucius) using the hetero-logous European perch (Perca fluviatilis) sperm. Fisheries and Aquatic Life, 31(4): 186–197. doi: 10.2478/aopf-2023-0018
Manan H., Hidayati A.N., Lyana N.A., Amin-Safwan A., Ma H., Kasan N.A. and Ikhwanuddin M. 2022. A review of gynogenesis manipulation in aquatic animals. Aquaculture and Fisheries, 7(1): 1–6. doi: 10.1016/j.aaf.2020.11.006
Meng Z., Liu X., Liu B., Hu P., Jia Y., Yang Z., Zhang H., Liu X. and Lei J. 2016. Induction of mitotic gynogenesis in turbot Scophthalmus maximus. Aquaculture, 451: 429–435. doi: 10.1016/j.aquaculture.2015.09.010
Miao L., Tang X.N., Li M.Y., Wang T., Wang S., Zhang X.L. and Chen J. 2014. Artificial gyno-genesis in Pseudosciaena crocea (Perciformes, Sciaenidae) with heterologous sperm and its verification using microsatellite markers. Aquaculture Research, 45(7): 1253–1259. doi: 10.1111/are. 12057
Michalik O., Dobosz S., Zalewski T., Sapota M. and Ocalewicz K. 2015. Induction of gynogenetic and androgenetic haploid and doubled haploid development in the brown trout (Salmo trutta Linnaeus 1758). Reproduction in Domestic Animals, 50(2): 256–262. doi: 10.11 11/rda.12480
Morgan A.J., Murashige R., Woolridge C.A., Luckenbach J.A., Watanabe W.O., Borski R.J., Godwin J. and Daniels H.V. 2006. Effective UV dose and pressure shock for induction of meiotic gynogenesis in southern flounder (Paralichthys lethostigma) using black sea bass (Centropristis striata) sperm. Aquaculture, 259(1-4): 290–299. doi: 10.1016/j.aquaculture.2006.05.045
Myers J.M., Penman D.J., Basavaraju Y., Powell S.F., Baoprasertkul P., Rana K.J. and McAndrew B.J. 1995. Induction of diploid androgenetic and mitotic gynogenetic Nile tilapia (Oreochromis niloticus L.). Theoretical and Applied Genetics, 90: 205–210. doi: 10.1007/BF00222 203
Nowosad J., Kucharczyk D., Liszewski T., Targonska K. and Kujawa R. 2015. Comparison of temperature shock timing to induced artificial mitotic gyno-genesis and androgenesis in common tench. Aquaculture International, 23: 45–53. doi: 10.10 07/s10499-014-9796-0
Oral M., Colleter J., Bekaert M., Taggart J.B., Palaiokostas C., McAndrew B.J., Vandeputte M., Chatain B., Kuhl H., Reinhardt R., Peruzzi S. and Penman D.J. 2017. Gene-centromere mapping in meiotic gynogenetic European seabass. BMC Genomics, 18: 1–12. doi: 10.1186/s12864-017-3826-z
Ozdemir R.C. and Ekici A. 2017. Different heat shock application effect on gynogenetic production of zebrafish (Danio rerio). Fisheries and Aquaculture Journal, 8(2): 1–6. doi: 10.4172/2150-3508.10 00196
Pan Z.J., Zhu C.K., Wang H., Chang G.L., Ding H.Y., Qiang X.G. and Yu X.S. 2017. Induction of meiotic gynogenesis in bagrid catfish (Pseudobagrus ussuriensis) with homologous sperm and its confirmation for female homo-gamety. Aquaculture Research, 48(11): 5659–5665. doi: 10.1111/ are.13388
Paschos I., Natsis L., Nathanailides C., Kagalou I. and Kolettas E. 2001. Induction of gynogenesis and androgenesis in goldfish Carassius auratus (var. oranda). Reproduction in Domestic Animals, 36(3‐4): 195–198. doi: 10.1007/s10126-020-09963-6
Peruzzi S. and Chatain B. 2000. Pressure and cold shock induction of meiotic gynogenesis and triploidy in the European sea bass, Dicentrarchus labrax L.: Relative efficiency of methods and parental variability. Aquaculture, 189(1-2): 23–37. doi: 10.1016/S0044-8486(00) 00355-0
Polonis M., Fujimoto T., Dobosz S., Zalewski T. and Ocalewicz K. 2018. Genome incompatibility between rainbow trout (Oncorhynchus mykiss) and sea trout (Salmo trutta) and induction of the interspecies gynogenesis. Journal of Applied Genetics, 59: 91–97. doi: 10.1007/s13353-017-042 5-2
Porter M.D. 1998. Calibrating ultra-violet irradiation of fish sperm: Optimizing the Hertwig effect. Journal of Applied Aquaculture, 8(2): 13–26. doi: 10.1300/J028v08n 02_02
Pradeep P.J., Srijaya T.C., Hassan A., Chatterji A.K., Withyachumnarnkul B. and Jeffs A. 2014. Optimal conditions for cold-shock induction of triploidy in red tilapia. Aquaculture International, 22: 1163–1174. doi: 10.1007/s10499-013-9736-4
Pradeep P.J., Srijaya T.C., Papini A. and Chatterji A.K. 2012. Effects of triploidy induction on growth and masculinization of red tilapia [Oreochromis mossambicus (Peters, 1852) × Oreochromis niloticus (Linnaeus, 1758)]. Aquaculture, 344: 181–187. doi: 10. 1016/j.aquaculture.2012.03.006
Rahman M.R., Sarder M.R., Nishat A.A., Islam R. and Kohinoor A.H.M. 2021. Induction of meiotic and mitotic gynogenesis in silver barb (Barbonymus gonionotus) through cold shock treatment. Aquaculture International, 29: 2161–2179. doi: 10.1007/s10499-02 1-00744-z
Roff G., Doropoulos C., Mereb G. and Mumby P.J. 2017. Mass spawning aggregation of the giant bumphead parrotfish Bolbometopon muricatum. Journal of Fish Biology, 91(1): 354–361. doi: 10.1111/jfb.13340
Samonte-Padilla I.E., Eizaguirre C., Scharsack J.P., Lenz T.L. and Milinski M. 2011. Induction of diploid gynogenesis in an evolutionary model organism, the three-spined stickleback (Gasterosteus aculeatus). BMC Developmental Biology, 11: 1–11. doi: 10.1186/1471-213X-11-55
Shahhosseini G. 2020. Meiotic gynogenesis inducing in Caspian Sea salmon (Salmo trutta caspius) using gamma irradiation followed by sex determination using SDY gene. Journal of Nuclear Science and Technology, 41(3): 145–154. doi: 10.24200/nst.2020.1156